AGAN0212 Realización de Procedimientos Experimentales con Animales para Investigación y Otros Fines Científicos

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AGAN0212 Realización de Procedimientos Experimentales con Animales para Investigación y Otros Fines Científicos

AGAN0212 Realización de Procedimientos Experimentales con Animales para Investigación y Otros Fines Científicos

DETALLES DE LA FORMACIÓN

Formación gratis para Trabajadores y Empresas, consulta próxima convocatoria, si eres trabajador de Régimen general disfruta de la formación a coste cero.

Modalidad de la formación: A distancia y Online
Duración: 750 Horas
Titulación: Diploma acreditativo con las horas del curso

OBJETIVOS

En el ámbito de la familia profesional Agraria es necesario conocer los aspectos fundamentales en Realización de Procedimientos Experimentales con Animales para Investigación y Otros Fines Científicos. Así, con el presente curso del área profesional Ganadería se pretende aportar los conocimientos necesarios para conocer los principales aspectos en Realización de Procedimientos Experimentales con Animales para Investigación y Otros Fines Científicos.

CONTENIDO

MÓDULO 1. MANIPULACIÓN DE ANIMALES DE EXPERIMENTACIÓN

UNIDAD DIDÁCTICA 1. MANEJO Y MANIPULACIÓN DE ANIMALES DE EXPERIMENTACIÓN

  1. Reconocimiento del comportamiento natural de las especies animales ante la manipulación.
  2. Aplicación de técnicas y uso de equipos de sujeción.
  3. Manejo de jaulas especiales para sujeción de animales. Características y funcionamiento.
  4. Técnicas de inmovilización manual de animales.
  5. Aplicación de métodos de sedación: tipos y características.
  6. Cumplimentado del libro de registro de entradas, salidas e incidencias de animales. Estructura y contenidos.
  7. Uso de las herramientas informáticas de gestión de colonias de animales.

UNIDAD DIDÁCTICA 2. TRANSPORTE DE ANIMALES DE EXPERIMENTACIÓN

  1. Reconocimiento de la documentación de acompañamiento durante el transporte.
  2. Utilización de contenedores: tipos e identificación.
  3. Valoración de los requisitos de espacio por animal.
  4. Cuidados, nutrición e hidratación durante el transporte: tipos de alimento.
  5. Cuidados en la recepción de animales. Estrés del transporte.
  6. Control de los animales procedentes de otros centros: cuarentenas, documentación requerida previamente a la llegada de animales.

UNIDAD DIDÁCTICA 3. PREPARACIÓN DE ANIMALES DE EXPERIMENTACIÓN PARA SER UTILIZADOS EN PROCEDIMIENTOS EXPERIMENTALES

  1. Técnicas de socialización de los animales.
  2. Aplicación de los mecanismos de sujeción de los animales manuales y mecánicos.
  3. Aplicación de los métodos de eutanasia: objetivos, indicaciones, métodos aceptados.

MÓDULO 2. PROCEDIMIENTOS EXPERIMENTALES CON ANIMALES

UNIDAD FORMATIVA 1. INVESTIGACIÓN CON ANIMALES DE EXPERIMENTACIÓN

UNIDAD DIDÁCTICA 1. UTILIZACIÓN DE ANIMALES COMO MODELOS EXPERIMENTALES

  1. Justificación de experimentación con animales de laboratorio:
  2. - Referencias históricas, momentos y personajes claves en la utilización de animales como modelos experimentales
  3. - Logros conseguidos en las ciencias biomédicas
  4. - Búsqueda de otras alternativas. Razones científicas y éticas
  5. Principio de las 3Rs:
  6. - Reducción
  7. - Refinamiento
  8. - Reemplazo
  9. Clasificación de los métodos alternativos:
  10. - Modelos computerizados de predicción «in silico»
  11. - Uso de organismos inferiores.
  12. - Uso de huevos
  13. - Métodos «in Vitro»
  14. - Otros
  15. Aspectos éticos y normativos de los cuidados proporcionados a los animales de experimentación.
  16. - Transformación, limitación y percepción social
  17. - Actitud del investigador frente al animal como sujeto
  18. - Reconocimiento del animal como reactivo biológico
  19. - Obtención de animales biológicamente estandarizados
  20. Normativa sobre protección de animales utilizados para experimentación y otros fines científicos: seguridad, administración, transporte, recepción, aprovisionamiento de animales y eliminación de los cadáveres.
  21. - Control social de la investigación
  22. - Legislación Nacional y Europea
  23. - Aspectos básicos de legislación
  24. - Objetivo de la legislación
  25. Normativa sobre: acreditación, elaboración y cumplimiento de los procedimientos de los laboratorios de ensayos clínicos.
  26. - Seguimiento de Protocolos Normalizados de Procedimientos
  27. Prevención de riesgos laborales en los procedimientos experimentales con animales:
  28. - Niveles de bioseguridad
  29. - Técnicas y prácticas de laboratorio
  30. - Equipos de seguridad biológica.
  31. Análisis de signos y comportamiento animal anómalos que interfieran en los procedimientos.
  32. - Detección del dolor, signos de sufrimiento y angustia de animales de experimentación, siguiendo Protocolos Normalizados de revisión
  33. - Conocimiento del aspecto normal de las distintas especies animales
  34. - Pautas de observación del animal: Aspecto exterior, sonidos, movimientos, comportamiento y relación social
  35. - Observación de la jaula o habitáculo, del lecho, cantidad de comida y agua ingerida, etc...
  36. - Determinación cualitativa de la alteración de parámetros fisiológicos: pérdida o aumento de peso, ritmo de la respiración, temperatura, etc...

UNIDAD DIDÁCTICA 2. ADMINISTRACIÓN DE SUSTANCIAS EN LOS ANIMALES DE EXPERIMENTACIÓN

  1. Administración de sustancias:
  2. - Soluciones a administrar, principales solventes.
  3. - Características de las soluciones, concentración, osmolaridad y pH.
  4. Clasificación de las vías de administración de sustancias:
  5. - Enteral
  6. - Parenteral
  7. - Tópica
  8. - Inhalatoria
  9. Factores para la elección de la vía:
  10. - Velocidad de absorción de sustancias
  11. - Tolerancia
  12. - Facilidad de su administración según recursos materiales y humanos
  13. Relación de material existente en el mercado:
  14. - Jeringas, conexiones, catéteres y sondas
  15. - Agujas: tipos y escala de medición
  16. - Bombas de infusión mecánicas y electrónicas
  17. - Bombas de infusión osmótica o volumétricas
  18. - Pomadas y geles
  19. - Vaporizadores y nebulizadores
  20. Selección del material necesario para la administración de sustancias en función de:
  21. - Sustancia a administrar.
  22. - Volumen
  23. - Especie animal
  24. - Vía de inoculación
  25. Volumen máximo de inyección según:
  26. - Especie animal
  27. - Vía de administración
  28. Inmovilización de los animales para la administración de sustancias.
  29. - Manejo e inmovilización minimizando estrés
  30. - Material de inmovilización
  31. Administración crónica de sustancias.
  32. - Sistemas de infusión continua: anclados y ambulatorios

UNIDAD DIDÁCTICA 3. OBTENCIÓN DE FLUIDOS Y TEJIDOS CORPORALES DE LOS ANIMALES DE EXPERIMENTACIÓN

  1. Extracción de sangre:
  2. - Volumen máximo de extracción, según vía y especie animal
  3. - Técnica de recogida de sangre
  4. Métodos de extracción de sangre, ventajas e inconvenientes:
  5. - Exanguinación
  6. - Decapitación
  7. - Del corazón
  8. - De venas
  9. - De arterias
  10. - Métodos no recomendados de venopunción
  11. - Obtención repetida de sangre: Cateterización
  12. Formas de obtención de otros fluidos corporales:
  13. - Heces y orina: jaulas metabólicas o sondas
  14. - Líquido cefalorraquídeo
  15. - Bilis
  16. - Linfa.
  17. - Líquido ascítico
  18. Realización de eutanasia
  19. - Definición y aspectos relacionados
  20. - Métodos de eutanasia adecuados según la especie y la experimentación
  21. - Identificación de equipos, instrumental y Materiales necesarios
  22. Asistencia a una necropsia:
  23. - Técnicas de necropsia siguiendo procedimientos establecidos
  24. - Preparación del instrumental y material necesarios
  25. - Recogida de muestras
  26. - Registro de datos
  27. Conocimiento de la normativa de:
  28. - Protección frente a agentes químicos, biológicos y radiológicos
  29. - Tratamiento y eliminación de residuos
  30. Acciones para una correcta gestión de residuos:
  31. - Segregación (recogida selectiva).
  32. - Transporte y almacenamiento en la instalación
  33. - Tratamiento previo a la eliminación
  34. - Eliminación del residuo en la instalación productora o gestor autorizado

UNIDAD DIDÁCTICA 4. REGISTRO DE DATOS DE INVESTIGACIÓN EN EXPERIMENTACIÓN ANIMAL

  1. Monitorización: determinación y registro de variables fisiológicas
  2. - Exploración clínica: observación palpación y auscultación
  3. - Uso de equipos: Métodos invasivos y no invasivos
  4. Análisis de los resultados obtenidos en un procedimiento experimental
  5. - Uso de programas informáticos específicos para el procedimiento experimental.
  6. - Análisis estadístico en función del tipo de parámetro
  7. Registro de tratamientos o de administración de sustancias y de obtención de muestras.
  8. - Establecimiento previo al procedimiento del sistema de recogida de datos
  9. - Características de un registro de datos: escrito o automatizado, duradero (copias de seguridad), completo, accesible, hojas específicas o bases de datos debidamente confeccionadas según datos, normalizados, establecer responsable de la conservación del archivo, etc...
  10. Clasificación de los sistemas de instrumentación según sus objetivos:
  11. - De adquisición de la información
  12. - Diagnósticos
  13. - De evaluación
  14. - De monitorización y control
  15. Identificación de los componentes del sistema global animal-instrumento:
  16. - Animal: diferentes generadores de señales
  17. - Estímulos: Visuales, acústicos, táctiles, eléctricos, etc...
  18. - Transductor: sensibilidad, linealidad, respuesta en frecuencias (lineal, integrador y diferenciador) y rendimiento
  19. - Equipo de tratamiento o procesado de una señal
  20. - Equipo de presentación, lectura o registro: registros mecánicos o electrónicos
  21. - Equipo de control automático de los estímulos, de los transductores, etc...
  22. Problemas y soluciones en la medición de la actividad de los seres vivos:
  23. - Inaccesibilidad de las variables
  24. - Variabilidad de los datos
  25. - Interrelaciones entre variables
  26. - Interacción entre órganos y sistemas
  27. - Efecto del transductor sobre la medición a realizar
  28. - Artefactos en las medidas
  29. - Limitaciones de la energía
  30. Utilización de transductores para la medida de las principales variables biológicas:
  31. - Temperatura
  32. - Fuerza, desplazamiento, velocidad y aceleración
  33. - Presión sanguínea
  34. - Volumen y presión respiratoria
  35. - Flujo en gases
  36. - Flujo en líquidos
  37. Medición de señales biológicas por biotelemetría:
  38. - Objetivo
  39. - Ventajas
  40. - Componentes de un sistema de biotelemetría
  41. Utilización de procedimientos no quirúrgicos con equipos específicos de estudio o medida de variables:
  42. - Diagnóstico por imágen.
  43. - Telemetría
  44. - Estudios de comportamiento
  45. - Pletismografía
  46. - Otros métodos no invasivos

UNIDAD FORMATIVA 2. ANESTESIA Y ANALGESIA EN ANIMALES DE EXPERIMENTACIÓN

UNIDAD DIDÁCTICA 1. ANESTESIA DE LOS ANIMALES DE EXPERIMENTACIÓN

  1. Anestesia: Definición y objetivos.
  2. Componentes de la anestesia general y su influencia en los resultados experimentales:
  3. - Hipnosis o sueño
  4. - Analgesia o ausencia de dolor
  5. - Relajación muscular
  6. - Bloqueo de la actividad refleja
  7. - Anestésico ideal
  8. Elección de la técnica anestésica en función de:
  9. - La especie animal
  10. - Estado del animal y objetivo de la investigación
  11. - Tipo de procedimiento
  12. - Duración del procedimiento
  13. - Experiencia del tecnico y equipo disponible
  14. Establecimiento de las fases de una técnica anestésica:
  15. - Ayuno
  16. - Preanestesia. Tranquilizantes y anticolinérgicos.
  17. - Anestesia. Inducción y mantenimiento anestésicos
  18. - Postanestesia
  19. Administración de anestésicos inyectables:
  20. - Fármacos y dosis de los mismos
  21. - Vías y modo de administración
  22. Administración de anestésicos inhalatorios:
  23. - Equipamiento
  24. - Tipos de anestésicos inhalatorios
  25. - Eliminación de gases anestésicos.
  26. Medidas de soporte durante la anestesia:
  27. - Intubación endotraqueal e instauración de ventilación artifical
  28. - Implantación de una vía venosa permanente
  29. Recuperación anestésica:
  30. - Pautas para una recuperación normal
  31. - Reversión de la anestesia, utilización de antagonistas
  32. Monitorización de:
  33. - El plano anestésico. Respuesta refleja.
  34. - La oxigenación, circulación y ventilación durante la anestesia.
  35. - La temperatura.
  36. Identificación de las principales complicaciones anestésicas y su tratamiento.
  37. - Extrapolación de una especie a otra
  38. - Adecuación de la profundidad anestésica a las necesidades de la cirugía
  39. - Utilidad de anestesia inhalatoria

UNIDAD DIDÁCTICA 2. ANALGESIA DE LOS ANIMALES DE EXPERIMENTACIÓN

  1. Analgesia: Definición y ventajas de su utilización
  2. Reconocimiento y evaluación del dolor:
  3. - Escalas de severidad (gravedad o intensidad de dolor)
  4. - Signos clínicamente valorables: cambios en la actividad, aspecto, temperatura, ingesta, variables fisiológicas y vocalizaciones.
  5. Técnicas de analgesia:
  6. - Principales fármacos analgésicos
  7. - Analgesia polimodal o multimodal
  8. - Analgesia preventiva
  9. - Analgesia local y regional

UNIDAD FORMATIVA 3. TÉCNICAS QUIRÚRGICAS BÁSICAS EN ANIMALES DE EXPERIMENTACIÓN

UNIDAD DIDÁCTICA 1. PREPARACIÓN DE LA CIRUGÍA EN EXPERIMENTACIÓN ANIMAL

  1. Planificación de la cirugía:
  2. - Elección y disponibilidad de los animales
  3. - Valoración preoperatoria del estado sanitario del animal
  4. - Preparación del animal
  5. - Comprobación de la disponibilidad de instalaciones quirúrgicas y pre- y post-operatorias
  6. - Elección y preparación del instrumental quirúrgico, aparatos y accesorios
  7. - Preparación del cirujano
  8. Selección del material quirúrgico:
  9. - Agujas quirúrgicas.
  10. - Material de sutura. Sutura absorbible y no absorbible.
  11. - Otros accesorios quirúrgicos.
  12. Anatomía y fisiología general de órganos y sistemas de los animales de laboratorio.
  13. - Datos anatómicos, fisiológicos y biológicos de los animales más utilizados en investigación

UNIDAD DIDÁCTICA 2. APLICACIÓN DE TÉCNICAS QUIRÚRGICAS BÁSICAS EN PROCEDIMIENTOS EXPERIMENTALES

  1. Conocimiento de técnicas quirúrgicas básicas en experimentación animal:
  2. - Corte de la piel y otros tejidos
  3. - Control del sangrado y de la desecación de tejidos y órganos
  4. - Técnicas y nudos de sutura
  5. Aprendizaje de las técnicas quirúrgicas más comunes en la rata:
  6. - Laparotomía
  7. - Accesos a grandes vasos: vena yugular y arteria carótida
  8. - Ovariohisterectomía
  9. - Cesárea
  10. - Castración: ovariectomía y orquiectomía
  11. Procedimientos quirúrgicos de obtención de muestras biológicas.
  12. - Extracción de tejidos sólidos y realización de una biopsia.
  13. - Perfusión de tejidos y órganos.
  14. Supervisión y cuidados postoperatorios:
  15. - Cuidados de la herida
  16. - Complicaciones quirúrgicas postoperatorias
  17. Protocolos de supervisión y determinación de criterios de punto final postquirúrgico de los animales.
  18. - Supervisión diaria de la herida, desinfección y empleo de antibióticos.
  19. - Utilización de analgesia postoperatoria
  20. - Aplicación diaria de escalas de severidad
  21. - Determinación del punto final y eutanasia

MÓDULO 3. TÉCNICAS DE REPRODUCCIÓN EN ANIMALES UTILIZADOS EN PROCEDIMIENTOS EXPERIMENTALES

UNIDAD FORMATIVA 1. REPRODUCCIÓN Y CRÍA DE ANIMALES DE EXPERIMENTACIÓN

UNIDAD DIDÁCTICA 1. REPRODUCCIÓN ANIMAL

  1. Anatomía del aparato reproductor masculino:
  2. - Esquema del aparato reproductor masculino en mamíferos
  3. - Órganos, conductos y vías, vesículas y glándulas
  4. Fisiología reproductiva masculina:
  5. - Desarrollo y funcionamiento del aparato reproductor
  6. - Espermatogénesis, almacenamiento y maduración de los espermatozoides
  7. Anatomía del aparato reproductor femenino:
  8. - Esquema del aparato reproductor femenino en mamíferos
  9. - Órganos y conductos
  10. - Características anatómicas en las distintas especies de animales de experimentación
  11. Fisiología reproductiva femenina:
  12. - Desarrollo y funcionamiento del aparato reproductor
  13. - Oogénesis y ovulación
  14. - Diferencias en la ovulación según la especie: espontánea o inducida
  15. Características reproductoras de los principales animales de laboratorio
  16. - Vida fértil y edad óptima de cruce
  17. - Periodo de gestación
  18. - Celo postparto
  19. - Pseudogestación
  20. - Efecto Witten (sincronización del celo)
  21. - Efecto Bruce
  22. Fisiología del celo, cubrición y gestación:
  23. - Ciclo estral. Fases del ciclo
  24. - Hembras poliestricas (anuales y estacionales), biestricas y monoestricas
  25. - Cambios fisiológicos y comportamiento de las hembras durante el celo
  26. - Influencia en la conducta sexual de los factores: Sociales, ambientales y fisiológicos
  27. - Duración del celo y aspectos relacionados con la cubrición según especie animal
  28. - Comprobación de la cópula: frotis vaginal o visualización del tapón vaginal
  29. - Dónde y cómo se produce la fecundación. Formación del zigoto
  30. - Fases de la gestación: huevo, embrión y feto

UNIDAD DIDÁCTICA 2. GESTIÓN DE COLONIAS DE ANIMALES DE EXPERIMENTACIÓN

  1. Poblaciones naturales y de laboratorio.
  2. - Definición de poblaciones naturales y artificiales
  3. - Elementos de genética de poblaciones. Selección de los progenitores
  4. - Frecuencias génicas y genotípicas. Ley de Hardy-Weinberg
  5. Cría de animales de experimentación.
  6. - Sistemas de cruce: monogámico, poligámico y harén
  7. - Ventajas e inconvenientes de los distintos sistemas de cruce
  8. Protocolos de cruzamiento:
  9. - Obtención de animales consanguíneos o Inbred: Programa de líneas paralelas o programa de línea simple
  10. - Obtención de animales no consanguíneos u Outbred: Sistema Robertson y Sistema Rotativo o de Poiley
  11. - Sistema al azar
  12. - Programas de cría de registro y control informatizados de las colonias de animales
  13. Destete de animales de las especies utilizadas con mayor frecuencia en investigación.
  14. - Tamaño de la camada
  15. - Sexado
  16. - Edad y peso al destete
  17. - Realización de los lotes
  18. - Etiquetado
  19. Cría de animales transgénicos.
  20. - Elección de los progenitores, gestión informatizada, genotipado y crioconservación
  21. Organismos modificados genéticamente (OMG).
  22. - Legislación y normativa actualizada sobre la utilización de OMG
  23. - Precauciones y medidas de contención de animales modificados genéticamente según la especie

UNIDAD DIDÁCTICA 3. GENÉTICA DE LOS ANIMALES DE LABORATORIO

  1. Estandarización genética.
  2. - Calidad del animal de experimentación: Interacción genotipo-ambiente
  3. - Causas que justifican el control de la pureza genética: Mutaciones espontáneas e interacción accidental con otra cepa
  4. - Prevención del control de la pureza genética: congelación de embriones y aislamiento físico
  5. Factores que afectan la composición genética de las poblaciones de laboratorio:
  6. - Selección genética de los animales.
  7. - Consanguinidad: concepto, aplicaciones, consecuencias en los animales.
  8. - Deriva y variabilidad genética: Definición y consecuencias en la colonia.
  9. Animales homocigóticos y heterocigóticos:
  10. - Manifestación de un Knock-out en homocigosis
  11. - Mantenimiento de líneas transgénicas en heterocigosis y genotipado para detección de homocigóticos
  12. Categorías de animales de laboratorio en función de su constitución genética.
  13. - Características de las líneas consanguíneas
  14. - Líneas genéticamente estandarizadas: Líneas consanguíneas, Híbridos F1, coisogénicas, congénitas, consanguíneas recombinantes (RIS), congénitas recombinantes (RCS), consómicas y conplásticas. Líneas no consanguíneas
  15. - Influencia de la genética sobre los resultados experimentales
  16. - Aplicaciones específicas en investigación de las distintas categorías genéticas
  17. Nomenclatura e identificación de animales. Reglas de nomenclatura internacional
  18. - Nomenclatura de las líneas consanguíneas.
  19. - Nomenclatura de las líneas coisogéncas y congénitas
  20. - Nomenclatura de las líneas consanguíneas recombinantes
  21. - Nomenclatura de las líneas cogénicas recombinantes
  22. - Nomenclatura de los ratones knock-out
  23. - Nomenclatura de los roedores no consanguíneos
  24. Transgénesis y mutagénesis dirigida:
  25. - Técnicas de obtención de animales transgénicos: Método de microinyección y Método del retrovirus
  26. - Técnicas para generar mutaciones heredables en ratón
  27. - Creación de ratones Knock-out
  28. Genotipado y fenotipado.
  29. - Detección de la alteración genética mediante reacción en cadena de polimerasa (PCR)
  30. - Equipos para PCR: termocicladorres
  31. - Identificación del individuo
  32. - Bases de datos fenotípicas internacionales
  33. - Métodos de control de la pureza genética de los animales de experimentación:
  34. - Marcadores bioquímicos
  35. - Marcadores Inmunológicos
  36. - Análisis del color del pelaje
  37. - Injertos de piel
  38. - Caracteres reproductivos
  39. - Marcadores de ADN. Fingerprinting de ADN. Análisis de microsatélites por PCR. Otras técnicas moleculares
  40. Bases de datos y bancos de animales transgénicos. Gestión a través de programas informáticos
  41. - Registro de información individualizada de: Construcción, línea, generación, genotipo, sexo, color, edad, identificación, caracterización fenotípica, progenitores (genealogías), investigación de destino y responsable

UNIDAD FORMATIVA 2. REPRODUCCIÓN ASISTIDA EN ANIMALES DE EXPERIMENTACIÓN

UNIDAD DIDÁCTICA 1. TÉCNICAS NO NATURALES DE REPRODUCCIÓN

  1. Obtención de gametos y embriones:
  2. - Lavado del epidídimo y los vasos deferentes y esperma eyaculado (lavaje de los cuernos uterinos)
  3. - Lavado de oviducto y útero
  4. - Conservación de espermatozoides, ovocitos y embriones
  5. Técnicas de reproducción asistida:
  6. - Ventajas e inconvenientes de la inseminación artificial y la fertilización in vitro
  7. Técnicas de la Inseminación artificial:
  8. - Inseminación por vía vaginal
  9. - Inseminación por vía uterina
  10. - Transferencia del esperma dentro del oviducto por procedimiento quirúrgico
  11. Etapas de la Inseminación artificial:
  12. - Elección de las hembras con elevado índice de fertilidad
  13. - Protocolo de superovulación
  14. - Sincronización del celo - Inseminación al comienzo del estro
  15. - Cruce de hembras con machos vasectomizados - pseudogestación
  16. Etapas y técnica de la fecundación in Vitro (FIV):
  17. - Medios de cultivo de los gametos, incubación y fecundación
  18. - Factores que influyen en la probabilidad de fecundación
  19. - Selección y sistemas de control de embriones
  20. - Transferencia de embriones: Implantación quirúrgica de los óvulos fecundados
  21. Rederivación de embriones:
  22. - Objetivo: Mejorar la calidad sanitaria de los animales
  23. - Protocolo de rederivación: Superovulación, fertilización natural y transplante de los embriones a una hembra pseudopreñada

UNIDAD DIDÁCTICA 2. CONSERVACIÓN Y CRIOPRESERVACIÓN DE GAMETOS Y EMBRIONES

  1. Fundamentos de criobiología.
  2. - Principios físicos: temperatura y cambios de estado
  3. - Principios químicos: composición de los crioprotectores
  4. - Principios biológicos: diferencias entre células, tejidos o especies
  5. Equipos y medios de crioconservación.
  6. - Equipos de congelación: baños de alcohol, tanques de nitrógeno, congeladores programables, pajuelas, etc...
  7. - Dos enfoques para la criopreservación: la congelación controlada (lenta y rápida) y la vitrificación (congelación ultra-rápida)
  8. - Medios (crioprotectores): elección y concentración del medio en función de la técnica
  9. Objetivos y ventajas de la criopreservación de gametos y embriones:
  10. - Prevención de la contaminación genética
  11. - Limitación de la deriva genética por la variación en la frecuencia de los genes
  12. - Mantenimiento de líneas transgénicas y mutantes a largo plazo
  13. - Reducción de costes
  14. - Control de las patologías asociadas al mantenimiento animales vivos
  15. Ventajas e inconvenientes de la crioconservación de espermatozoides o embriones:
  16. - Tiempo
  17. - Coste
  18. - Recursos materiales
  19. Crioconservación de gametos y embriones.
  20. - Congelación de esperma: crioprotectores, temperaturas y tiempos específicos
  21. - Estrategias de congelación de oocitos: en estado inmaduro (en forma de vesícula germinal) y en estado maduro (después de la ovulación) bajo la forma de oocitos en metafase II, con mayor eficacia.
  22. - Embriones: estadío-eficacia del sistema
  23. - Sistemas de identificación, registro y mantenimiento de gametos y embriones criopreservados, bancos de embriones y gametos congelados
  24. - Medidas preventivas y de protección durante el manejo de productos para la criopreservación.
  25. - Control de calidad.

MÓDULO 4. PROCEDIMIENTOS EXPERIMENTALES CON ÓRGANOS AISLADOS, TEJIDOS Y CÉLULAS DE ANIMALES

UNIDAD DIDÁCTICA 1. CULTIVOS DE CÉLULAS, TEJIDOS Y ÓRGANOS PROCEDENTES DE ANIMALES

  1. Histología y fisiología celular básica.
  2. - Concepto de morfología y fisiología
  3. - Niveles de organización. Relación entre estructura y función
  4. - Clasificación de los tejidos
  5. Proliferación y diferenciación celular. Adhesión celular.
  6. - Concepto de proliferación y diferenciación celular (especialización)
  7. - Factores reguladores: Señales endógenas y exógenas
  8. - Contacto directo célula-célula. Moléculas de adhesión
  9. Tipos de células básicas y características tanto morfológicas como fisiológicas.
  10. - Célula procariota: estructura y funciones básicas
  11. - Célula eucariota: Organización, estructura y función de los diferentes orgánulos celulares, organización función del núcleo.
  12. - Descripción de algunos tipos de células que se suelen utilizar en cultivos celulares: tumorales, epiteliales, Tejido conjuntivo, Tejido muscular, Tejido nervioso, Sangre, tejidos linfoides y Células madre.
  13. Métodos alternativos al empleo de animales en investigación.
  14. - Ventajas de los ensayos in vitro: Ética y legislación, Control del medio extracelular, Homogeneidad de la muestra, Disminución del gasto y tiempo, objetivables y cuantificables, precisión, reproducibilidad, etc...
  15. - Limitaciones: Excesiva sensibilidad, Límite de producción, Inestabilidad, Validación del modelo, etc...
  16. Obtención de células. Cultivos celulares primarios. Obtención de una línea celular.
  17. - Sistemas para la obtención de células: Banco de células o aislamiento a partir de un tejido
  18. - Métodos de aislamiento del tejido, disección/disgregación
  19. - Requisitos especiales para el cultivo de células primarias
  20. - Ventajas e inconvenientes de la utilización de células primarias.
  21. - Conservación o mantenimiento células primarias. Requisitos especiales para el cultivo de células primarias.
  22. Evolución de las líneas celulares y líneas celulares inmortalizadas. Desarrollo de líneas celulares continuas.
  23. - Tipos de líneas celulares establecidas. Células en monocapa y células en suspensión. Células inmortalizadas y transformadas
  24. - Preparación de las líneas.
  25. - Control de los cultivos celulares (pH, sobrecrecimiento, estado del medio, contaminación, etc...)
  26. - Recuento de células. Preparación de células en suspensión y de células adherentes. Uso del hemocitómetro.
  27. - Subcultivos de células. Curva de crecimiento.
  28. - Métodos para aumentar la producción.
  29. - Ventajas y desventajas de la líneas celulares estables
  30. Bases de datos y bancos de líneas celulares y material biológico:
  31. - Qué es un banco de células
  32. - Bancos internacionales más importantes: American Type Culture Collection (ATCC) y European Collection of Cell Cultures (ECACC), etc...
  33. - Otros bancos de células: Banco Nacional de Líneas Celulares, etc...
  34. Anatomía básica de órganos y tejidos empleados en investigación in vitro.
  35. - Órganos y tejidos más comunes: hígado, corazón, riñón, páncreas, branquias, encéfalo, piel, sangre, etc...
  36. - Ingeniería de tejidos
  37. Modelos con órganos y tejidos para procedimientos in vitro:
  38. - Cultivo y baños de órganos
  39. - Órganos perfundidos
  40. - Explantes de órganos
  41. - Órganos reconstituidos
  42. - Ventajas e inconvenientes de los diversos tipos de modelos in vitro
  43. Cultivos de órganos:
  44. - Disección de órganos y tejidos para su extracción.
  45. - Baños de tejidos y órganos. Equipamiento y medios de conservación.
  46. - Obtención de explantes. Tamaño de la muestra, Perfusión de la muestra y equipamiento

UNIDAD DIDÁCTICA 2. MANIPULACIÓN DE CULTIVOS CELULARES Y CRIOPRESERVACIÓN

  1. Equipos y material empleados en los cultivos de células y su mantenimiento:
  2. - Cabinas de flujo laminar: tipos (vertical y horizontal) y nivel de protección (clase I, II y III)
  3. - Incubadores: mantenimiento del nivel de CO2, temperatura y humedad
  4. - Microscopios: Estándar e invertidos con ópticas de contraste de fases
  5. - Frigoríficos, congeladores (de -20º y -80º C) y equipo de criogenia (unidad de almacenamiento en nitrógeno líquido (-196º C) de líneas celulares)
  6. - Equipos de esterilización y filtración: autoclaves, esterilización por gas, por calor seco, sistema de filtración, purificación de agua, etc...
  7. - Otros instrumentos: Balanzas, Baño termostático, centrífugas refrigeradas y no refrigeradas, Equipos de purificación de agua, Micropipetas de volumen variable o de volumen fijo, pHmetro, Pipeteadores automáticos
  8. - Recipientes para cultivos: Placas de Petri, Multiplacas, Frascos de Roux de diferentes formas y tamaños o Especiales, como las «roller bottles» o con portaobjetos
  9. Protocolos de trabajo en cabina de flujo laminar y en poyata de laboratorio.
  10. - Inicio del trabajo en cabina: encendido y puesta a punto de la cabina, desinfección y recomendaciones para el trabajador.
  11. - Durante la manipulación: distribución del material y utilización de la zona de trabajo, control del flujo y turbulencias de aire, actuación ante un vertido de material contaminado y alarmas.
  12. - Al finalizar el trabajo: Limpieza, vaciado de material, apagado y cerrado de la cabina
  13. - Mantenimiento: semanal (limpieza y desinfección de superficie y paredes, mensualmente (revisión de válvulas interiores) y anualmente se certificará por una entidad cualificada.
  14. - Mesa de trabajo o poyata de laboratorio: orden, limpieza y desinfección
  15. Protocolos de manejo de placas de cultivos.
  16. - Apertura del material estéril dentro de la cabina
  17. - Marcaje de las placas en la tapa y en un lateral de la base, de manera distinta para cada placa, para evitar intercambiar tapas.
  18. - Toma del medio con la pipeta y transferencia a la placa entreabierta (no retirar la tapa)
  19. - Tratamiento como residuo según riesgo biológico del cultivo
  20. Áreas de un laboratorio de cultivo de tejidos.
  21. - Área de preparación de medios: equipamiento
  22. - Área de limpieza y esterilización: dimensiones mínimas, organización y equipamiento (máquinas de lavado de material y esterilizadores)
  23. - Área de transferencia: cabina de flujo laminar/seguridad biológica y otros equipos
  24. - Área de incubación o cámaras de crecimiento: control de iluminación, temperatura y humedad. Alarmas
  25. Lavado, esterilización y preparación de materiales:
  26. - Vidrio: pipetas, probetas, vasos, matraces y botellas de vidrio para preparación, almacenamiento y clasificación de medios y reactivos
  27. - Plástico: Cultivos en placas y botellas, tubos de ensayo para diferentes técnicas y preparación de alícuotas de los reactivos
  28. - Lavado, preparación y esterilización del material: área específica del laboratorio, con el método y desinfectantes adecuados
  29. - Métodos de esterilización: Calor directo, flameado; Calor seco, Horno Pasteur y Calor Húmedo, Autoclave
  30. Contaminaciones cruzadas y microbiológicas y su prevención.
  31. - Principales contaminantes: microorganismos, otras líneas celulares del laboratorio y contaminación química
  32. - Fuentes de la contaminación accidental: origen del cultivo tejido o células, proceso de manipulación del cultivo, empleo de reactivos biológicos contaminados, material contaminado y ambiente de trabajo
  33. - Prevención para evitar contaminaciones: obtener siempre los cultivos de centros reconocidos que certifiquen el origen; trabajar bajo unas correctas normas de trabajo, limpieza y esterilidad, utilización de Inhibidores del crecimiento de los contaminantes (antibióticos y antifúngicos), etc...
  34. Características y naturaleza del sustrato en cultivos celulares.
  35. - Tipos de sustratos
  36. - Factores de adhesión celular
  37. - Interacciones células-substrato: Medios semisólidos: matrices.
  38. - Métodos de disgregación celular: mecánicos, químicos y enzimáticos
  39. Medios y reactivos de cultivo celular. Características principales, preparación y renovación.
  40. - Características de los medios de cultivo celular: composición, osmoralidad, viscosidad, tensión superficial, especificidad, pH, capacidad tamponadora, esterilidad, etc...
  41. - Componentes y suplementos: Agua, sales, glucosa, aminoácidos y vitaminas. Suero, factores de crecimiento y otros suplementos específicos. Indicador de pH. Pautas par el suplemento con antibioticos
  42. - Tipos de medios. Medios libres de suero.
  43. - Opciones para la elección, en polvo, líquido concentrado o listo para usar
  44. - Preparación de medios líquidos, a partir de polvo (filtración) o esterilizados en autoclave
  45. - Opciones para la elección, en polvo, líquido concentrado o listo para usar
  46. - Preparación de medios líquidos, a partir de polvo (filtración), concentrados o esterilizables en autoclave
  47. Factores de crecimiento y supervivencia de células en cultivo.
  48. - Hormonas y factores de crecimiento
  49. - Suero. tipos; suero de ternera (CF), suero bovino fetal (FCS) el suero de caballo (HS) y suero humano (HuS). Sustitutivos del suero
  50. - Factores que afectan a la supervivencia de las células en un cultivo
  51. Técnicas de mantenimiento de células en cultivo. Criopreservación de líneas celulares y métodos de identificación. Productos de criopreservación celular.
  52. - Proceso de almacenamiento por congelación con agentes crioconservantes (glicerol, DMSO, etc...)
  53. - Disminución progresiva de temperaturas hasta utilizar depósitos con nitrógeno líquido. Sistemas automáticos para la reducción progresiva y controlada de la temperatura.
  54. - Factores que se favorecen con la criopreservación
  55. - Identificación: Datos mínimos de indentificación de cada vial
  56. - Procedimiento de descongelación
  57. Empleo de cultivos celulares con fines experimentales. Detección de actividad metabólica y toxicológica.
  58. - Aplicaciones: estudio de las propias células, clonación, el cáncer, biología del desarrollo, investigación en biología celular y bioquímica, en farmacología y toxicología, obtención de anticuerpos u hormonas, técnicas diagnósticas, etc...
  59. - Ventajas de la utilización de cultivos celulares en el campo de la toxicidad
  60. - Limitaciones de los ensayos in Vitro para estudios de toxicidad
  61. - Ensayos utilizados en pruebas de citotoxicidad: Pruebas citológicas: observación al microscopio, Pruebas bioquímicas. Pruebas de viabilidad (de respuesta inmediata o de corto plazo y de respuesta a largo plazo o de supervivencia)
  62. - Células asesinas
  63. - Requisitos de las pruebas de citotoxicidad
  64. - Preparación de las células efectoras y diana
  65. - Prueba de citotoxicidad
  66. - Resultados e interpretación

UNIDAD DIDÁCTICA 3. PROCEDIMIENTOS EXPERIMENTALES CON ÓRGANOS AISLADOS, TEJIDOS Y CÉLULAS ANIMALES

  1. Experimentos con cultivos de tejidos de origen animal mediante su exposición a sustancias o elementos terapéuticos o tóxicos.
  2. - Estudios del efecto de diferentes sustancias en cultivos con tejidos y órganos diana. Aplicaciones
  3. - Estudios del efecto de diferentes sustancias en cultivos de células (primarias o líneas establecidas). Aplicaciones
  4. Técnicas de valoración del crecimiento y la viabilidad celular.
  5. - Rojo neutro
  6. - Prueba MTT
  7. - Liberación al medio de la láctico deshidrogenasa (LDH)
  8. - Ensayos de fluorescencia
  9. - Toxicidad relativa: (concentración efectiva en el 50 % de las células)
  10. Recolección de células y sus productos.
  11. - Recolección de las células de los cultivos: centrifugación continua o filtración y extracción en régimen continuo
  12. - Sistemas cromatográficos para el aislamiento y purificación de las toxinas. Equipos relacionados
  13. Prevención de riesgos laborales en la manipulación de órganos, tejidos y células.
  14. - Principales riesgos biológicos
  15. - Evaluación de riesgos: Propiedades intrínsecas del cultivo celular, como resultado de la modificación genética, como resultado de una infección con agentes patógenos. Condiciones de trabajo
  16. - Normas de trabajo en los laboratorios de cultivos celulares

UNIDAD DIDÁCTICA 4. INSTRUMENTACIÓN Y MÉTODOS DE REGISTRO DE SEÑALES A PARTIR DE ÓRGANOS AISLADOS, TEJIDOS Y CÉLULAS ANIMALES

  1. Procesamiento de señales:
  2. - Esquema general: transductor, amplificador y sistema de registro
  3. - Equipos de espectroscopia de Bioimpedancia eléctrica
  4. - Equipos de medida de la biomasa
  5. Transductores: de fuerza, de presión, de temperatura.
  6. Electrodos para biopotenciales y bioquímicos.
  7. Ruidos en la salida de datos y métodos de filtrado.
  8. Programas informáticos de recogida de datos.

MÓDULO 5. ANÁLISIS DE LABORATORIO EN MUESTRAS BIOLÓGICAS ANIMALES

UNIDAD DIDÁCTICA 1. MANIPULACIÓN, PROCESAMIENTO, CONSERVACIÓN Y TRANSPORTE DE MUESTRAS BIOLÓGICAS ANIMALES

  1. Materiales y equipos básicos del laboratorio de análisis clínicos.
  2. - Generales: agitadores, homogeneizadores, centrífugas, balanzas, pipetas, dispensadores, baños termostáticos, incubadoras, autoclaves, estufa, pHmetros, entre otros
  3. - Análisis químicos: cromatógrafos, espectrómetros, HPLC
  4. - Análisis bioquímicos: analizadores automatizados, espectrofotómetros
  5. - Análisis hemáticos: hemocitómetros, lupas, coagulómetros, tromboelastógrafos,
  6. - Análisis microbiológicos: cabinas de cultivos, incubadoras, estufas
  7. - Organización general de un laboratorio y de sus secciones
  8. Reactivos de laboratorio.
  9. - Disolventes
  10. - Anticoagulantes
  11. - Tampones
  12. - Fijadores
  13. - Alcoholes
  14. - Tinciones
  15. Material de protección, seguridad y contenedores para eliminación de residuos.
  16. - Equipos de protección individual y colectivos (EPIs, cabinas, SAS, presión diferencial)
  17. - Protocolos de actuación. Normativa específica relativa a la gestión de residuos biosanitarios.
  18. - Tipos de contenedores.
  19. - Eliminación selectiva de residuos.
  20. Operaciones básicas de laboratorio.
  21. - Preparación de disoluciones y diluciones.
  22. - Resolución de problemas.
  23. - Centrifugación de muestras.
  24. Tipos de muestras: sangre, orina, LCR, semen, exudados u otros.
  25. - Métodos de obtención.
  26. - Métodos de conservación.
  27. - Métodos de procesado.
  28. Parámetros comunes analizables en las muestras biológicas.
  29. - Óptico (macros y microscópico)
  30. - Químicos
  31. - Bioquímico y hematológico
  32. Procesamiento de muestras en función de las mismas.
  33. - Según el origen y objetivo
  34. - Fraccionamiento
  35. - Conservación
  36. Análisis cuantitativo y cualitativo.
  37. - Analizadores
  38. - Técnicas cuantitativas
  39. - Técnicas cualitativas
  40. Determinación analítica. Batería de pruebas.
  41. - Disolventes
  42. - Anticoagulantes
  43. - Tampones
  44. - Fijadores, alcoholes
  45. - Tinciones
  46. Errores de manipulación.
  47. - Físicos
  48. - Químicos
  49. - Humanos
  50. - Biológicos

UNIDAD DIDÁCTICA 2. ESTUDIO DE MUESTRAS ANIMALES DE SANGRE, ORINA, HECES Y OTROS FLUIDOS CORPORALES

  1. Estudio de la sangre.
  2. - Características generales de la sangre.
  3. - Elementos formes, plasma y suero. Morfología de los elementos celulares de la sangre. Órganos y tejidos hematopoyéticos.
  4. - Factores que condicionan la muestra
  5. - Hematopoyesis. Características del plasma. Proteínas plasmáticas.
  6. - Hemostasia y coagulación.
  7. - Recomendaciones preanalíticas en el manejo de sangre
  8. - Obtención de muestras de sangre para estudio: citológico, de coagulación, parasitológico, bioquímico, inmunológico y microbiológico
  9. - Parámetros analizables a partir de una muestra sanguínea
  10. - Principios de fisiopatología de la sangre
  11. Estudio de la orina.
  12. - Características generales de la orina.
  13. - Obtención de una muestra de orina para: estudio rutinario, cuantificación de sustancias o elementos formes y microbiológico
  14. - Fisiopatología de la orina. Análisis de rutina de la orina.
  15. - Estudio del sedimento urinario. Otras determinaciones analíticas en orina.
  16. - Errores que pueden alterar los resultados. Interpretación de resultados.
  17. Estudio de las heces.
  18. - Características generales de las heces.
  19. - Obtención de una muestra de heces para: detección de sangre oculta, sustancias o elementos formes, análisis microbiológico y parasicológico
  20. - Análisis de muestras fecales. Fisiopatología de las heces.
  21. - Determinaciones de laboratorio en el estudio de las muestras fecales.
  22. - Errores que pueden alterar los resultados. Interpretación de resultados.
  23. Estudio de otros fluidos corporales:
  24. - Métodos de obtención y manejo de muestras de: semen, saliva, mucosas, exudados y otros líquidos orgánicos (líquido cefalorraquídeo, peritoneal, pleural, articular, etc...)

UNIDAD DIDÁCTICA 3. PROCESAMIENTO DE MUESTRAS ANIMALES PARA SU ESTUDIO ANATOMO-PATOLÓGICO

  1. Tipos de muestras para el estudio anatomo-patológico.
  2. - Frescas, conservadas, ...
  3. - Procesado, tinción, conservación
  4. Métodos y técnicas para la obtención de las muestras.
  5. - Punción Aspiración con Aguja Fina (PAAF).
  6. - Biopsia
  7. - Asepsia
  8. Procesamiento de muestras para estudio histológico. Instrumentos y materiales utilizados.
  9. - Automatizado o manual (corte, deshidratación, inclusión, fijación)
  10. - Equipos (micrótomos, baños, microscopios...)
  11. Procesamiento de muestras para estudio citológico. Instrumentos y materiales utilizados.
  12. - Deshidratación (química, térmica, etc...)
  13. - Fijación (química, térmica, etc...)
  14. - Tinción

UNIDAD DIDÁCTICA 4. PREVENCIÓN DE RIESGOS LABORALES EN EL LABORATORIO DE ANÁLISIS DE MUESTRAS ANIMALES

  1. Factores de riesgo en el manejo de muestras biológicas.
  2. - Biológicos
  3. - Físicos
  4. - Químicos
  5. Legislación sobre prevención de riesgos laborales y sobre gestión de residuos.
  6. - Legislación y normativa actualizada sobre clasificación, envasado y etiquetado de preparados peligrosos
  7. - Legislación y normativa actualizada sobre la declaración de sustancias nuevas y clasificación, envasado y etiquetado de sustancias peligrosas
  8. - Legislación y normativa actualizada sobre el Reglamento de almacenamiento de productos químicos y sus instrucciones técnicas complementarias
  9. Medios de protección personal en el laboratorio y medidas de higiene.
  10. - Medidas generales relativas al local
  11. - Precauciones durante el desarrollo del trabajo
  12. - Reglas de higiene personal
  13. - Revisiones médicas del personal

MÓDULO 6. ANÁLISIS DE BIOLOGÍA MOLECULAR EN MUESTRAS BIOLÓGICAS

UNIDAD FORMATIVA 1. TÉCNICAS DE SEPARACIÓN DE ADN, ARN Y PROTEÍNAS DE MUESTRAS BIOLÓGICAS

UNIDAD DIDÁCTICA 1. OBTENCIÓN, MANIPULACIÓN Y PROCESAMIENTO DE MUESTRAS BIOLÓGICAS PARA ANÁLISIS DE ADN, ARN Y PROTEÍNAS

  1. Tipos de muestras para análisis de ADN, ARN y proteínas.
  2. - Extracción de ADN (a partir de sangre, tejidos o células en cultivo, células bucales, etc...)
  3. - Extracción de ARN (mediante tiocianato de guanidina, urea-cloruro de lítio, purificación de poli(A)-ARN,
  4. Determinación analítica. Perfil analítico. Cartera de servicios.
  5. - Determinación de ácidos nucleicos
  6. - Separación analítica y preparativa del ADN (electroforesis analítica, geles de agarosa, etc...)
  7. Errores más comunes en la manipulación de las muestras.
  8. - Identificación y etiquetado de las muestras
  9. - Contaminación (por RNAsas, DNA, etc...)
  10. - Degradación enzimática
  11. Características generales de la obtención y procesamiento de muestras para análisis de ADN, ARN y proteínas.
  12. - Obtención de ADN y ARN a partir de tejidos líquidos (anticoagular)
  13. - Inhibidores RNAsas
  14. Prevención de riesgos en la obtención, manipulación y procesamiento de muestras biológicas.
  15. - Recepción o toma de muestras. Medidas preventivas
  16. - Precauciones generales relativas al laboratorio
  17. - Precauciones durante el desarrollo del trabajo
  18. - Reglas de higiene personal

UNIDAD DIDÁCTICA 2. CONSERVACIÓN Y TRANSPORTE DE MUESTRAS BIOLÓGICAS PARA ANÁLISIS DE ADN, ARN Y PROTEÍNAS

  1. Etiquetado e identificación de las muestras.
  2. Sistemas y formatos de archivos. Sistemas de almacenamiento.
  3. Equipos de almacenamiento (-20ºC, - 80º C)
  4. Transporte de muestras (ADN: descongeladas, tubos estabilizadores ARN, tiempo de transporte recomendado 72 horas. ARN, congelado mediante agentes crioprotectores y con inhibidores de ARNAsas).
  5. Prevención de riesgos en la conservación y transporte de muestras biológicas.
  6. - Precauciones durante el desarrollo del trabajo
  7. - Reglas de higiene personal
  8. - Almacenamiento de muestras biológicas. Zonas de acceso restringido. Contenedores específicos. Manejo con EPIs
  9. - Transporte de material biológico. Sistema básico de embalaje. Identificación

UNIDAD DIDÁCTICA 3. BIOLOGÍA MOLECULAR: ADN, ARN Y PROTEÍNAS

  1. Composición molecular, estructura y función de los ácidos nucleicos.
  2. - Composición química y estructura de los ácidos nucleicos: Nucleótidos de importancia biológica y Factores que estabilizan la doble hélice
  3. - Funciones de los ácidos nucleicos
  4. Descripción de las enzimas asociadas a los ácidos nucleicos.
  5. - Endonucleasas (Tipo 1 y 2)
  6. - Polimerasas
  7. - Ligasas
  8. - Nucleasas
  9. - Fosfatasas
  10. - Quinasas
  11. - ARNasas
  12. Replicación del ADN.
  13. - Modo semiconservativo
  14. - Horqueta de replicación
  15. - Enzimas que intervienen en el proceso
  16. - Molécula accesoria: Iniciador
  17. Transcripción del ADN y su control.
  18. - Proceso: Cadena molde o antisentido. ARNm o transcripto primario. Enzima que dirige: polimerasa de ARN
  19. - Modificaciones postranscripcionales.
  20. Mecanismos de reparación del ADN.
  21. - Agentes genotóxicos y mecanismos de reparación del DNA
  22. - Reparación de dímeros de pirimidinas mediante fotoreactivación
  23. - Remoción de grupos metilo
  24. - Bases mal apareadas
  25. - Metilación del DNA
  26. - Reparación del DNA durante o después de su replicación
  27. - Reparación de cortes en ambas cadenas del DNA
  28. - Sistemas De reparación de DNA: NER (Nucleotide Excision Repair)
  29. - Mecanismos de reparación de DNA: BER (Base escisión Repair)
  30. Mutaciones del ADN, alteraciones en las proteínas que sintetizan y enfermedades asociadas.
  31. - Alteraciones que puede sufrir el ADN: Mismatch (mal apareamiento), Desaminación, Pérdida de bases, Unión covalente entre bases de la misma cadena, Unión de grupos alquilo, Ruptura de simple cadena (nick) y Ruptura de doble cadena
  32. - Alteraciones en las proteínas que se sintetizan y enfermedades asociadas. Desnaturalización
  33. Estructura y función de las proteínas.
  34. - Aminoácidos y neurotransmisores
  35. - Enlaces peptídicos, oligopeptidos y polipeptidos
  36. - Estructura primaria, secundaria , terciaría y cuaternaria
  37. - Funciones de las proteínas: estructural, reguladora, de transporte, de reserva, enzimática, mensajera y de receptores químicos
  38. Transcripción y traducción.
  39. - Moléculas implicadas en la transcripción y traducción de las proteínas
  40. - Fases de la transcripción de las proteínas
  41. - Fases de la traducción de las proteínas
  42. - Regulación de la transcripción y traducción
  43. Síntesis y modificación de las proteínas.
  44. - Moléculas implicadas en la síntesis y traducción de las proteínas
  45. - Fases de la síntesis de las proteínas
  46. - Fases de la modificación de las proteínas
  47. - Regulación de la síntesis y modificación de las proteínas
  48. Alteraciones conformacionales de las proteínas.
  49. - Serpinopatías
  50. - Proteínas priónicas
  51. - Neuroserpinas
  52. - Hemoglobina
  53. - Repeticiones de glutamato
  54. - Proteína Tau
  55. - Inmunoglobulinas cadenas ligeras
  56. - Proteína CFRT Péptido B-amiloide
  57. - Superóxido dismutasa
  58. - B2 microglobulina

UNIDAD DIDÁCTICA 4. METODOLOGÍA APLICADA A LA SEPARACIÓN E IDENTIFICACIÓN DE PROTEÍNAS

  1. Electroforesis.
  2. - Tipos de electroforesis: unidimensionales, bidimensionales y técnicas relacionadas.
  3. - Separación electroforética de las proteínas séricas. Patrones de normalidad y de alteración
  4. - Características del material y de los reactivos. Averías o disfunciones
  5. Técnicas cromatográficas.
  6. - Características de los equipos. Condiciones de uso y mantenimiento
  7. - Calibración. Averías o disfunciones
  8. - Características del material y de los reactivos
  9. Técnicas de inmunodetección.
  10. - Inmunocitoquímica
  11. - Western blot
  12. - Inmunoprecipitación
  13. - Co-inmunoprecipitación
  14. - Pull-down
  15. - TUNEL
  16. Espectrometría de masas.
  17. - Fundamento y aplicaciones.
  18. - Características de los equipos.
  19. - Condiciones de uso y mantenimiento. Calibración. Averías o disfunciones.
  20. - Características del material y de los reactivos.
  21. Tecnología de microarrays y chips de proteínas.
  22. - Microarrays de ADN: Diseño de un microarrays de ADN. Tipos
  23. - Microarrays de Proteínas: Diseño de un microarrays de proteínas. Tipos
  24. - Microarrays de Carbohidratos: Diseño de microarrays de carbohidratos. Aplicaciones
  25. - Microarrays de Células
  26. - Microarrays de Tejidos
  27. - Perspectivas de mercado de los microarrays y biochips en el área de salud humana
  28. Bioinformática. Bases de datos de proteómica.
  29. - Genómica funcional
  30. - Relación entre la biología y la informática
  31. - Biochips
  32. - Bioinformática
  33. - Bibliografía

UNIDAD FORMATIVA 2. ANÁLISIS DE ÁCIDOS NUCLEICOS

UNIDAD DIDÁCTICA 1. METODOLOGÍA APLICADA AL ANÁLISIS DE ÁCIDOS NUCLEICOS

  1. Extracción. Purificación y análisis espectroscópico y electroforético de ácidos nucleicos.
  2. - Material y métodos
  3. Amplificación de ADN mediante PCR y variantes.
  4. - El ADN
  5. - Los enzimas
  6. - Los nucleótidos
  7. - Los cebadores
  8. - Limitaciones y problemas de la PCR (tamaño secuencias limitado, PCR previa, contaminación, inespecifidad de cebadores, etc...)
  9. Electroforesis y técnicas relacionadas.
  10. - Factores que afectan a la movilidad del ADN en el gel (masa molecular, voltaje, composición de las bases, temperatura, solución amortiguadora, etc...)
  11. - Tipos de electroforesis: PFGE (Pulsed Field Gel Electroforesis), OFAGE (Orthogonal Field Alternative Gel), FIGF (Field Inversion Gel Electroforesis), CHEF (Contour Clamped Homogeneus Electric Field), Electroforesis preparative.
  12. - Aplicaciones: Análisis comparativos de patrones de restricción cromosómicos, construcción de mapas cromosómicos, topología y tamaño de cromosomas, análisis de elementos extracromosómicos
  13. Hibridación de ácidos nucleicos.
  14. - Factores que influyen en la hibridación.
  15. - Composición de las bases.
  16. - Concentración de ADN/ARN y tiempos Cot y Rot
  17. - Concentración y tamaño de la sonda
  18. - Concentración ADN diana
  19. - Desnaturalización del ADN diana y fijación a un soporte.
  20. - Marcaje de una sonda monocadena
  21. - Hibridación: mezcla y renaturalización
  22. - Detección de los híbridos
  23. - Medio de reacción
  24. - Polímeros inertes
  25. - Tiempos de hibridación y mecanismos de detección.
  26. - Tipos de hibridación (soporte sólido, en fase líquida, in situ, in situ sobre cromosomas, in situ de bacterias para clonaje).
  27. Análisis de fragmentos de ADN.
  28. - Método Southerm
  29. - Métodos de transferencia (por capilaridad, por vacío, electroforético)
  30. - Aplicaciones del Método Southerm
  31. - Mapas de restricción
  32. - Detección de polimorfismos (RFLP, VNTR, STR) y deleciones.
  33. Secuenciación.
  34. - Secuenciación química, método de Maxam y Gilbert
  35. - Secuenciación enzimática, método de Sanger o de los dideoxinucleótidos.
  36. - Tipos de secuenciaciones enzimáticas (Cíclica, múltiple, automática, quimioluminiscente)
  37. Tecnología de microarrays y chips de ácidos nucléicos.
  38. - Utilidad: analizar el genoma completo de un organismo
  39. - Fundamento: hibridación con sondas
  40. - Soporte: placas microtitulación o membranas de blotting
  41. - Fabricación: pueden ser creados en el laboratorio o usando robótica : Macroarray: señales > 300 micras y Microarray: pocillos < 200 micras
  42. Aplicaciones: identificación de secuencias (genes, Mutaciones), determinación del nivel de expresión génica, descubrimiento de genes, diagnóstico de enfermedades, Farmacogenómica: desarrollo de Fármacos y Toxicogenómica: investigación Toxicológica
  43. Bioinformática. Bases de datos de genómica.
  44. - Introducción a la Bioinformática
  45. - Consulta de Bases de datos en biología molecular
  46. - Alineamiento de secuencias
  47. - Predicción de genes
  48. - Introducción a los microarrays de DNA

UNIDAD DIDÁCTICA 2. PRINCIPIOS GENERALES DE ENFERMEDADES DE BASE GENÉTICA

  1. Genoma: células, cromosomas y genes.
  2. - Definición de genoma, gen y cromosoma
  3. - Organización, estabilización y localización del genoma
  4. Estructura y función de los genes y cromosomas.
  5. - Estructura del ADN
  6. - Estructura del ARN
  7. - El código genético
  8. - Secuencias codificantes versus no codificantes
  9. Bases cromosómicas de la enfermedad.
  10. - Citogenética. El cariotipo normal en los roedores de laboratorio
  11. - Anomalías del número de cromosomas (Heteroploidías)
  12. - Anomalías de la estructura de los cromosomas
  13. Herencia y enfermedad: enfermedades monogénicas, patrones de herencia, enfermedades poligénicas. Susceptibilidad genética.
  14. - Genético
  15. - Congénito
  16. - Hereditario
  17. Genética de las enfermedades comunes.
  18. - Modelos provenientes de mutaciones espontáneas o inducidas
  19. - Modelos generados por transgénesis
  20. - Modelos generados in Vitro por manipulación de células ES
  21. - Modelos generados por transgénesis condicional
  22. Genética de la reproducción y del diagnóstico prenatal.
  23. - Modelos animales del desarrollo embrionario
  24. - Diagnóstico prenatal rápido de aberraciones cromosómicas por PCR
  25. - Diagnóstico citogenético
  26. - Diagnóstico prenatal de enfermedades hereditarias
  27. Diagnóstico en medicina legal y forense.
  28. - VNTR
  29. - STR
  30. Modelos animales de enfermedad de base genética.
  31. - Modelos murinos de enfermedades hereditarias simples (mendelianas): Desórdenes de la visión, de la audición, neurológicos y neuromusculares. Enfermedades de los huesos y cartílagos, de la piel y el pelo, hematológicas, inmunodeficiencias y metabólicas
  32. - Modelos murinos de enfermedades hereditarias complejas (multigénicas): Cáncer, obesidad, diabetes, etc...

MÓDULO 7. PREVENCIÓN DE RIESGOS LABORALES ASOCIADOS L MANEJO DE ANIMALES Y PRODUCTOS TÓXICOS Y PELIGROSOS

UNIDAD DIDÁCTICA 1. PREVENCIÓN DE RIESGOS ASOCIADOS A LA MANIPULACIÓN DE ANIMALES

  1. Identificación de riesgos asociados a manipulación de animales.
  2. Aplicación de la ergonomía asociada al manejo de animales.
  3. Utilización de sistemas de barrera para prevenir la huida de animales de la instalación.
  4. Aplicación de técnicas de captura de animales huidos.
  5. Utilización de instrumentos y mecanismos de captura de animales a distancia: características y funcionamiento.
  6. Identificación de riesgos asociados a transmisión de enfermedades de animales, zoonosis: definición, clasificación, etiopatogenia y factores de riesgo.
  7. Utilización de medidas preventivas y profilácticas de zoonosis.
  8. Prevención de alergias en los trabajadores de una instalación de animales: definición. Factores de riesgo y predisponentes de las alergias.
  9. Utilización de las medidas preventivas.
  10. Aplicación de procedimientos normalizados de trabajo asociados a riesgos biológicos.

UNIDAD DIDÁCTICA 2. PREVENCIÓN DE RIESGOS ASOCIADOS AL USO DE PRODUCTOS, INSTRUMENTOS Y EQUIPOS

  1. Identificación de riesgos asociados a productos, instrumentos y equipos utilizados.
  2. Aplicación de la ergonomía asociada al manejo de productos, instrumentos y equipos.
  3. Reconocimiento e identificación de los productos peligrosos utilizados en instalaciones de animales.
  4. Almacenaje de productos peligrosos. Sistemas de recogida y tratamiento de residuos peligrosos.
  5. Actuaciones a seguir en vertidos, derrames y escapes de productos tóxicos y peligrosos.
  6. Reconocimiento del etiquetado de productos tóxicos y peligrosos.
  7. Utilización de quipos de lucha contra incendios.
  8. Utilización de equipos de protección individual: caracterización y tipos.
  9. Seguimiento de los manuales de uso de productos, instrumentos y equipos.
  10. Conocimiento de las rutas de evacuación en caso de emergencia.
  11. Reconocimiento de pictogramas de seguridad.
  12. Reconocimiento de la señalización de situaciones de alarma.
  13. Manejo de documentos de seguridad para situaciones de emergencia: medios y mecanismos de actuación.

UNIDAD DIDÁCTICA 3. PRIMEROS AUXILIOS EN SITUACIONES DE EMERGENCIA

  1. Aplicación de los fundamentos de primeros auxilios.
  2. Actuación frente a tipos de heridas y riesgos asociados a las mismas.
  3. Actuaciones frente a reacciones alérgicas.
  4. Actuaciones frente a ataques de animales.

MATERIAL INCLUIDO EN LA MODALIDAD A DISTANCIA

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